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                新◥型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光○仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系▽统IMAGING-PAM (调制叶ζ 绿素荧光仪)
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                WALZ
                ZQ-WALZ-010 (IMAGING-PAM)
                上◤海泽泉科技有限公司
                上海
                详细说明

                M系列调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM

                简便、快速、可靠、对︻样品无干扰
                代表了调制荧光技术的未来发展方向!
                Schreiber教授因发明PAM系列调制叶绿素》荧光仪而获得首届国际光合作用协会(ISPR)创新奖

                新型调制叶绿素荧光成→像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧〓光仪)

                叶片被激光穿孔后NPQ信号的动态传递过程


                传统的光纤型调制荧光仪(如PAM-2100、MINI-PAM等)只能测量叶片上一个点的光合活性。利用々一个点的数据代表一个叶片,利用一个叶片代表一个植株,进而代表一个群体(如森林、大田作物等),这种方法的【误差是比较大的。

                从1980年代末期开始,科研人员就期望能通过成像型荧光仪来测量♀全叶片光合活性,并进行了不懈的尝试,但受技术上的限制「,所设计的仪器◣无法商品化或商品化了但得不到大家认可。其※中一个很重要的原因就是能够发出饱和脉冲水平强光的二极管(LED)尚未面世。要利用调制荧光技术测量全叶片水平的光合作用,首先要保证叶片上任何一点所接受到的光强必须是完全相同的。调制荧光技术要求光源必须能发▆出很强的饱和脉冲光ㄨ。卤素灯能发出很强的光,但其光场非常不均〖匀,根本不能用于成像!装在一个平面上的LED阵列发出的光很均匀,但在2000年前,能发出超①强光合有效辐射(PAR)的LED根本没有面世!

                2000年,能发出超强PAR的蓝光LED面世。2001年,全球最权威的调制荧光仪制造商德国WALZ公司设计制造了真正▼的全球第一台多功能调制荧光⌒ 成像系统IMAGING-PAMIMAGING-PAM采用超强发光LED作为光源,保证叶片表明受光均匀≡且光强足够强;IMAGING-PAM采用CCD作为检测器,能检测叶片上每个像素的光合作用;IMAGING-PAM秉承了WALZ公司PAM系列荧光仪的一贯优点,功能强大,测量参☆数多,操作极其简单ξ,一面世就◆受到全球植物学家的青睐,迅速占领全球市场

                2005年,WALZ又推出了M系列IMAGING-PAM,一个主机可以连接不同的探头(MICROSCOPY-,MICRO-,MINI-和MAXI-探头),分别在130×150 um、3.5×4.5 mm、24×32 mm或10×13 cm的面积上测量荧光成像。现在,只需一个主机连接不同的探头,即可满足从单细胞到全叶片,从分子生物学到生态学研究的全面需要


                M系列IMAGING-PAM不同版本的比较

                MAXI-版

                MINI-版

                MICRO-版

                MICROSCOPY-版

                       

                新型调制◢叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿√素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系╳统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光︾仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系【统IMAGING-PAM (调■制叶绿素荧光仪)

                新型调制叶绿素→荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素◤荧光仪)

                       

                新型调制叶绿素荧光成∏像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光卐仪)

                新型调制︽叶绿素荧光成像系统∞IMAGING-PAM (调制叶绿▓素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶Ψ绿素荧光仪↘)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶〗绿素荧光仪)

                       

                成像面积10×13 cm

                成像面积24×32 mm

                成像面积3.5×4.5 mm

                成像面积130×150 um

                       

                放大1.5

                放大6

                放大45

                放大130-1300


                功 能
                * 一个主机连接不同的探头可满足从单细胞到全叶片、从分子生物学到生态学的不同需求
                * 全叶片光合作用分析(荧光成像),可测荧光诱导曲线并进行淬灭分析
                * 可测快速光响应曲∩线(120 s内完成,比光合放♂氧和气体交换等技术快得多)
                * 叶片光合作用的横向异质性检测
                * 完全相同的条件下ㄨ同时测量多个样品(植物、地衣、苔藓、微藻等)
                * 遗传育种、突变株筛选的强大工具
                * 不同的测量面积,不同的分辨率
                * 可利用多孔板(如96孔板)做多个微藻样↘品的同时成像
                * 胁迫损伤的早期检测
                * 不连接显微镜即可测量绿色荧光蛋白(GFP)荧光
                * 可测量叶片吸光系数
                应用范围
                * 环境科学
                * 水■生生物学
                * 海洋与╲湖沼学
                * 生∑态毒理学
                * 园艺学
                * 农业科学
                * 林学
                * 环境科学
                * 水生生物学
                * 海洋与湖沼学
                * 生态毒理学
                * 园艺学
                * 农业科学
                * 林学

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧●光仪)
                DCMU在叶片中的渗透△过程


                测量参数
                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调※制叶绿素荧光仪)

                * 以上←所有参数均可成像
                * 吸光系数Abs和新参数qL、Y(NPQ)和Y(NO)的成像是IMAGING-PAM独有的
                * 生态毒理学研究中,选一个参考点,可以直接求出其它处理(如农药)的受抑制程度Inh.

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素★荧光仪)

                各种荧光参数的成像是将0.0(黑色)至1.0(紫色)的数值转换成颜色来显示的。


                 


                M系列IMAGING-PAM不同版本介『绍

                 

                 

                 

                MAXI-版
                大探头,成像面积10×13 cm

                调制荧∏光成像系统的MAXI-探头利用300 W的LED阵列,可以在10×13 cm的面积上提供々均为的调制测量光、光化㊣ 光和饱和脉冲光。该探头的支架上配备特制护眼遮光罩,可以在保护眼睛的同时观测到红色荧光的变化。

                WALZ提供两种数码相机CCD供选择。用户若需要高清晰度,推荐选择IMAG-MAX/K[2/3” chip, 1392×1040象素, 4象素组合(binning)技术]。标准应¤用可选择IMAG-MAX/K2(1/2”, 640×480象素),可与IMAG-MAX/K2Z物镜(F1.0/f=8-48mm)结合使用。

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶☆绿素荧光仪)



                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素》荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光♂仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿〒素荧光仪↘)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素♀荧光仪)

                测量盆栽植物

                测量离体叶片

                测量微藻样品

                新增镜头可调放大倍数

                       

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶↓绿素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                Y(NPQ)

                PS/50

                F

                96个微藻样品成像


                MINI-版
                小探头,成像面积24×32 mm

                调制荧光成①像系统的MINI-探头采用强Ψ 大的Luxeon LED阵列,包括4组(每组3个)LED,均配有长波截止滤光片。配备8个红光(650 nm)和8个近红外(780 nm)LED,用于测量叶片吸光系数的成像。

                3种版本可选
                IMAG-MIN/B:蓝光,450 nm,测量叶片等;
                IMAG-MIN/R:红光,620 nm,测量蓝藻
                IMAG-MIN/GFP:蓝光,480 nm,测量绿色荧光蛋白(GFP)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                由于MINI-探头的便携式设计,使其特别适合野外应用。由于MINI-探头的成像面积仅为MAXI-探头的1/16,因而前者发出的最大光强更大,但耗电却小得多。MINI-探头可以安装在光合仪GFS-3000的叶室3010-S上,同步测量全叶片气体交换和荧光成像,并且其〓光源可由GFS-3000控制,达到真正的同步测量@
                MINI-探头采用1/3”数码相机CCD(640×480象素)和F1.2/f=12mm物镜。其设计目的为测量固定距离下的荧光成像。

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                与光合仪GFS-3000连用

                长时间∩测量可装在三角架上

                Fm

                qN


                Micro-版
                微探头,成像面积3.5×4.5 mm

                调制荧光成像系统『的MICRO-探头是一个极便携的探♂头,采用整合式Cosmicar-Pentax CCTV物镜(F1.4/f=16mm),直接安装在数码CCD(1/3” chip, 640×480像素)上。

                MICRO-探头只配备一个Luxeon LED(蓝光,450 nm)和一个特制双色分光镜,类似于落射荧☆光显微镜。

                尽管成像面积只有3.5×4.5 mm,但45倍的放大☆率却允许对叶片荧光成像的异质性分析达到支』脉(minor veins)级。同时还可↑提供一个特制版本用于测量GFP的成像。

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)


                MICRO-探头还可安装在标准版IMAGING-PAM(2001年设计)主机上。该探头「提供X-Y轴可调的〓样品台。其设计目的为测量固定距离下的荧光成像。

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                Fo

                GFP成像

                微探▅头直接安装在CCD上


                Microscopy-版
                显微探头,成像面积130×150 um

                必须与特制落射荧光显微镜(Hund或Zeiss)结合使用,该显微镜可以提供激发光并检测荧光

                IMAG-MAX/K(数码相机CCD)[1392×1040象素,4象素组合(binning)技术]可以提供高灵敏度。

                探头标准配置是一个超强Luxeon LED(450-480 nm),用于提供※测量光、光化光和饱和脉╲冲。目前已可提◆供RGB探头(红-绿-蓝-白LED光源),它采用了PHYTO-PAM技术,可以显微镜下自动对蓝藻、绿藻、硅/甲藻、红藻进行分类并测量光合作用。

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)


                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                新型调制叶绿素荧光成像系统IMAGING-PAM (调制叶绿素荧光仪)

                分类,红色为硅藻,绿色为丝状绿藻

                光合,Fv/Fm活性,可区分细胞不同部位的活性


                部分文献

                1. Aldea, M., J. G. Hamilton, J. P. Resti, A. R. Zangerl, M. R. Berenbaum, and E. H. Delucia. 2005. Indirect effects of insect herbivory on leaf gas exchange in soybean. Plant, Cell and Environment 28:402-411.
                2. Aldea, M., J. G. Hamilton, J. P. Resti, A. R. Zangerl, M. R. Berenbaum, T. D. Frank, and E. H. Delucia. 2006. Comparison of photosynthetic damage from arthropod herbivory and pathogen infection in understory hardwood saplings. Oecologia 149:221-232.
                3. Baek, M.-H., J.-H. Kim, B. Y. Chung, J.-S. Kim, and I. S. Lee. 2005. Alleviation of salt stress by low dose g-irradiation in rice. Biologia Plantarum 49:273-276.
                4. Berger, S., M. Papadopoulos, U. Schreiber, W. Kaiser, and T. Roitsch. 2004. Complex regulation of gene expression, photosynthesis and sugar levels by pathogen infection in tomato. Physiologia Plantarum 122:419-428.
                5. Bonfig, K. B., U. Schreiber, A. Gabler, T. Roitsch, and S. Berger. 2006. Infection with virulent and avirulent P. syringae strains differentially affects photosynthesis and sink metabolism in Arabidopsis leaves Planta 225:1-12.
                6. Borisjuk, L., T. H. Nguyen, T. Neuberger, T. Rutten, H. Tschiersch, B. Claus, I. Feussner, A. G. Webb, P. Jakob, H. Weber, U. Wobus, and H. Rolletschek. 2005. Gradients of lipid storage, photosynthesis and plastid differentiation in developing soybean seeds. New Phytologist 163:761-776.
                7. Dima, E., Y. Manetas, and G. K. Psaras. 2006. Chlorophyll distribution pattern in inner stem tissues: evidence from epifluorescence microscopy and reflectance measurements in 20 woody species Trees 20:515-521.
                8. Escher, B. I., P. Quayle, R. Muller, U. Schreiber, and J. F. Mueller. 2006. Passive sampling of herbicides combined with effect analysis in algae using a novel high-throughput phytotoxicity assay (Maxi-Imaging-PAM). Journal of Environmental Monitoring 8:456-464.
                9. Gog, L., M. R. Berenbaum, E. H. DeLucia, and A. R. Zangerl. 2005. Autotoxic effects of essential oils on photosynthesis in parsley, parsnip, and rough lemon. Chemoecology 15:115-119.
                10. Heddad, M., H. Norén, V. Reiser, M. Dunaeva, B. Andersson, and I. Adamska. 2006. Differential expression and localization of early light-induced proteins in Arabidopsis thaliana. Plant Physiology:in press.
                11. Hill, R., A. W. D. Larkum, C. Frankart, M. Kühl, and P. J. Ralph. 2004. Loss of functional Photosystem II reaction centres in zooxanthellae of corals exposed to bleaching conditions: using fluorescence rise kinetics. Photosynthesis Research 82:59-72.
                12. Hill, R., U. Schreiber, R. Gademann, A. W. D. Larkum, M. Kühl, and P. J. Ralph. 2004. Spatial heterogeneity of photosynthesis and the effect of temperature-induced bleaching conditions in three species of corals. Marine Biology 144:633-640.
                13. Hölzl, G., S. Witt, A. A. Kelly, U. Zähringer, D. Warnecke, P. Dörmann, and E. Heinz. 2006. Functional differences between galactolipids and glucolipids revealed in photosynthesis of higher plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 103:7512-7517.
                14. Ivanov, A. G., L. Hendrickson, M. Krol, E. Selstam, G. Öquist, V. Hurry, and N. P. A. Huner. 2006. Digalactosyl-diacylglycerol deficiency impairs the capacity for photosynthetic intersystem electron transport and state transitions in Arabidopsis thaliana due to photosystem I acceptor-side limitations. Plant Cell and Physiology 47:1146-1157.
                15. Kaiser, H., and T. E. E. Grams. 2006. Rapid hydropassive opening and subsequent active stomatal closure follow heat-induced electrical signals in Mimosa pudica. Journal of Experimental Botany 57:2087-2092.
                16. Koziolek, C., T. E. E. Grams, U. Schreiber, R. Matyssek, and J. Fromm. 2003. Transient knockout of photosynthesis mediated by electrical signals. New Phytologist 161:715-722.
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